Vous serez accueilli(e) au sein de l’équipe FREEMA (Fonctionnement et Restauration des Ecosystèmes Estuariens et Poissons Migrateurs Amphihalins) de l’unité EABX (Ecosystèmes Aquatiques et changements gloBauX). La mission sera réalisée dans le cadre du projet de recherche STURIO en appui au programme de restauration de l’esturgeon européen Acipenser sturio.

 La majorité des espèces d’esturgeons ont un statut menacé et font l’objet de programmes de conservation et de restauration. Le repeuplement constitue une des mesures entreprises pour restaurer les espèces en déclin (IUCN 2013). Il s’agit de produire en captivité des individus destinés à être déversés en milieu naturel à différents stades afin de relancer une population affaiblie ou disparue. Cependant, les poissons nés en captivité sont susceptibles d’avoir une fitness inférieure à celle des poissons sauvages en milieu naturel (Araki et al. 2008, Williamson et al. 2010). Il est donc nécessaire de trouver des solutions pour optimiser la survie en milieu naturel des juvéniles issus des reproductions réalisées en captivité. Pour cela, il est possible d’agir sur les conditions d’élevage (Berejikian et al. 2001) ou d’entrainement (e.g. Braithwaite and Salvanes 2005) avant le lâcher ou encore en améliorant les conditions de déversement en milieu naturel (stade de déversement, chimie de l’eau, habitat, vitesses de courant). Les juvéniles produits doivent avoir la capacité de s’adapter aux conditions du milieu naturel ; mais comment définir une bonne adaptation au milieu naturel et comment l’évaluer ? Plusieurs éléments peuvent agir sur la survie des juvéniles comme la capacité à capturer des proies (Adriaenssens and Johnsson 2011, Larsson et al. 2011), les performances de nage (Hale 1999), les capacités exploratoires (Braithwaite and Salvanes 2005) ou encore les capacités de détection des prédateurs (Mirza and Chivers 2000, Holmes and McCormick 2010).

 Dans ce travail nous souhaitons explorer les capacités des larves d’esturgeon produites en captivité durant leurs premiers jours de vie, avant leur première prise alimentaire, stade qui correspond à un des stades de repeuplement couramment utilisé. L’objectif est de caractériser leur comportement de nage et de disposer d’un test facilement répétable permettant in fine de caractériser en routine les larves produites en captivité qui peuvent être issues de croisements différents (différentes familles), de pratique de reproduction différente (ex : utilisation d’une abrasion à l’argile de la gangue des œufs d’esturgeons) ou de pratique d’élevage initial différente (ex : utilisation d’eau issus de la rivière ou d’un réseau de ville).

 En 2025 des expérimentations préliminaires ont permis de tester l’élevage de larves d’esturgeon du Danube (A. ruthenus) dans des enceintes de type ZebTECH jusqu’à J10 jours post éclosion (pe) et de réaliser les premières analyses comportementales à l’aide de vidéo-tracking (e.g. Capriello et al. 2019). Le comportement des larves à J7pe et J10pe a été analysé (témoins) ainsi que la réaction à deux types de stress (stress lumineux et vibrations). Les analyses sont en cours et les premiers résultats montrent une grande variabilité dans les mesures. Le stagiaire devra dans un premier temps travailler sur ces données. Une expérimentation dédiée en 2026 visera à comparer des lots de larves issus de différentes modalités qui restent à définir (ex : différentes qualités de pontes, différentes pratiques au moment de la reproduction, différentes modalités d’élevage). Le stagiaire participera activement à cette expérimentation : protocole, reproduction assistée, élevage larvaire, tests comportementaux, mesures biométriques sous microscopie.
Plusieurs questions se posent dans le cadre de ce type d’expérimentation : Est-ce que la méthode du vidéo-tracking permet vraiment d’acquérir des paramètres permettant de comparer différents lots et de qualifier la qualité des larves de bonne ou mauvaise ?
Comment caractériser ce qui peut être considéré comme une larve de bonne ou de mauvaise qualité, dans un objectif de repeuplement ?

 Vous serez plus particulièrement en charge de :

– Réaliser une analyse bibliographique en lien avec la thématique.
– Poursuivre l’analyse des données acquises en 2025
– Participer activement à l’expérimentation en 2026
– Analyser les données de 2026

 Conditions particulières d’activité : les expérimentations se dérouleront à la station d’expérimentation de Saint Seurin sur l’Isle (https://eabx.bordeaux-aquitaine.hub.inrae.fr/nos-infrastructures/xpo-plateforme-d-experimentation-et-d-observation-sur-les-ecosystemes-aquatiques/xpo-station-d-experimentation-de-saint-seurin-sur-l-isle) ce qui impliquera un séjour sur le site pendant la durée des expérimentations.

Références citées :

Adriaenssens B., and Johnsson J.I. (2011). Learning and context-specific exploration behaviour in hatchery and wild brown trout. Applied Animal Behaviour Science 132 (1 1): 90 99. https://doi.org/10.1016/j.applanim.2011.03.005.
Araki H., Berejikian B.A., Ford M.J., and Blouin M.S. (2008). Fitness of hatchery-reared salmonids in the wild. Evolutionary applications 1 (2): 342‑55. https://doi.org/10.1111/j.1752-4571.2008.00026.x.
Berejikian B.A., Tezak E.P., Riley S.C., and LaRae A.L. (2001). Competitive Ability and Social Behaviour of Juvenile Steelhead Reared in Enriched and Conventional Hatchery Tanks and a Stream Environment. Journal of Fish Biology 59 (6): 1600 1613. ISI:000173470100015. https://doi.org/10.1006/jfbi.2001.1789.
Braithwaite V.A., and Salvanes A.G.V. (2005). Environmental variability in the early rearing environment generates behaviourally flexible cod: implications for rehabilitating wild populations. Proceedings of the Royal Society of London 272: 1107‑13. https://doi.org/10.1098/rspb.2005.3062.
Capriello T., Consiglio Grimaldi M., Cofone R., D’Aniello S., and Ferrandino I. (2019). Effects of aluminium and cadmium on hatching and swimming ability in developing zebrafish. Chemosphere 222: 243 49. https://doi.org/10.1016/j.chemosphere.2019.01.140.
Hale M.E. (1999). Locomotor mechanics during early life history: Effects of size and ontogeny on fast-start performance of salmonid fishes. Journal of Experimental Biology 202 (11): 1465-1479. ISI:000080930700002. ://000080930700002.
Holmes T.H., and McCormick M.I. (2010). Smell, Learn and Live: The Role of Chemical Alarm Cues in Predator Learning during Early Life History in a Marine Fish. Behavioural Processes 83 (3): 299 305. ISI:000276666600010. https://doi.org/10.1016/j.beproc.2010.01.013.
IUCN/SSC. 2013. Guidelines for reintroductions and other conservation translocations. Version 1.0. IUCN species survival commission.
Larsson S., Linnansaari T., Vatanen S., Serrano I., and Haikonen A. (2011). Feeding of wild and hatchery reared Atlantic salmon (Salmo salar L.) smolts during downstream migration. Environmental Biology of Fishes 92 (3): 361 69. http://www.scopus.com/inward/record.url?eid=2-s2.0-80053564456&partnerID=40&md5=751053a1787d525aad94e0905189b829.
Mirza R.S., and Chivers D.P. (2000). Predator-recognition training enhances survival of brook trout: evidence from laboratory and field-enclosure studies. Canadian Journal of Zoology 78 (12): 2198 208. https://doi.org/10.1139/z00-164.
Williamson K.S., Murdoch A.R., Pearsons T.N., Ward E.J., and Ford M.J. (2010). Factors Influencing the Relative Fitness of Hatchery and Wild Spring Chinook Salmon (Oncorhynchus Tshawytscha) in the Wenatchee River, Washington, USA. Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences 67 (11): 1840 51. ISI:000283921200012. https://doi.org/10.1139/f10-099.

LE PROFIL QUE NOUS RECHERCHONS

 Formation recommandée : étudiant en Master 2, mais formation technique possible à discuter
 Connaissances souhaitées : écologie comportementale, aquaculture
 Expérience appréciée : expérimentations poissons
 Aptitudes recherchées : rigueur, curiosité, capacité à travailler dans le cadre d’expérimentation, biostatistiques, analyse bibliographique

VOTRE QUALITE DE VIE À INRAE

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